A detecção e identificação dos parasitos intestinais estão em relação direta com a qualidade da amostra fecal coletada e entregue no laboratório. Assim, há necessidade de instruir o paciente, pois sem explicações pormenorizadas podem ocorrer erros na coleta, tais como a contaminação com urina, terra, água e quantidade inadequada de fezes.

As instruções sobre a coleta devem ser claras e também entregues por escrito. O paciente não deve utilizar medicamentos ou produtos químicos por um período de 7 a 10 dias antes da colheita das fezes. As fezes devem ser colhidas em penico ou em um recipiente limpo e seco, ou em folha de papel limpo e transferidas para o frasco coletor limpo e seco, o qual deve ser de plástico, com boca larga e tampa de rosca. Recolher cerca de 20 a 30g de fezes recentemente emitidas.

As amostras frescas são preferíveis para o exame e identificação de trofozoítos e de larvas de S. stercoralis. Não sendo possível observar esta orientação, as fezes devem ser preservadas em formalina a 5% ou 10%, ou em acetato de sódio-ácido acético-formaldeído (SAF). O médico poderá solicitar a coleta de três amostras em dias alternados, e para isso, o laboratório fornecerá um frasco contendo o conservante para a preservação das fezes.

As amostras fecais devem ser examinadas para a pesquisa de proglotes e de vermes adultos, bem como para determinar a consistência, a presença de sangue, de muco e restos alimentares.

A consistência das fezes está diretamente ligada à quantidade de água que contém, e são classificadas em: fezes formadas, semiformadas, pastosas, diarreicas ou líquidas. Na conduta metodológica é importante a determinação da consistência do material fecal, principalmente em relação aos estágios de diagnóstico dos protozoários.

Os trofozoítos são usualmente diagnosticados nas fezes diarreicas ou líquidas, nas mucosanguinolentas e nas pastosas, enquanto que os cistos são encontrados mais comumente nas fezes formadas ou semiformadas e também nas pastosas. Os oocistos são encontrados em fezes de qualquer consistência. Os ovos e as larvas de helmintos geralmente podem ser diagnosticados em todos os tipos de amostras fecais, entretanto, nas fezes líquidas se encontram em pequeno número.

A utilização simultânea de três métodos com diferentes sensibilidades, para o diagnóstico de enteroparasitos, tem a finalidade de aumentar a eficiência no diagnóstico e, portanto, diminuir os resultados falso-negativos. O exame microscópico permite visualizar os estágios de diagnósticos dos protozoários (cistos, trofozoítos, oocistos e esporos) e dos helmintos (ovos, larvas e vermes pequenos). A descrição das técnicas dos métodos e das colorações utilizadas no exame parasitológico de fezes encontra-se no livro de Parasitologia Clínica (DE CARLI, 2007).

Método direto

O exame direto a fresco permite visualizar a motilidade de trofozoítos dos protozoários em fezes recém emitidas, analisadas até 30 minutos após a evacuação. Para a identificação de cistos de protozoários e larvas de helmintos, a preparação deve ser corada com lugol.

Método de Hoffman, Pons e Janer ou de Lutz

É utilizado para a pesquisa de cistos, oocistos, ovos e larvas. Fundamenta-se na sedimentação espontânea em água, sendo indicado para recuperação de ovos considerados pesados como os de Taenia spp, S. mansoni e ovos inférteis de A. lumbricoides.

Método de Faust e cols.

Fundamenta-se em centrífugo-flutuação de cistos, oocistos, ovos leves e larvas em solução de sulfato de zinco, na densidade 1,18g/ml. Para fezes preservadas recomenda-se a densidade de 1,20g/ml. É indicado para a concentração de cistos de protozoários.

Outro método que pode ser usado é o método de Ritchie, o qual se fundamenta em centrífugo-sedimentação de cistos, oocistos, ovos e larvas em sistema formalina-éter ouformalina-acetato de etila. É indicado para a concentração de cistos e oocistos de protozoários.

Método de Baermann-Moraes ou método de Rugai, Mattos e Brizola

Os dois métodos se fundamentam no termo hidrotropismo positivo de larvas de nematóides, como as larvas de S. stercoralis e de ancilostomídeos. A temperatura da água deve estar entre 40 e 45°C.

Colorações de esfregaços fecais:

• Solução de lugol, coloração pelo tricrômico ou pela hematoxilina férrica, e Giemsa.
• Coloração para coccídios intestinais: coloração de Ziehl-Neelsen e suas modificações, e da safranina modificada.
• Coloração para microsporídios: Gram-Chromotrope.

Morfometria